point isoélectrique calcul

Comment calculer le point isoélectrique de Peptides

July 27

Comment calculer le point isoélectrique de Peptides


Les peptides sont des fragments de polymère courtes composées à partir d'acides aminés. Chaque peptide a une séquence d'acides aminés certaine désignée par un code à trois lettres ou à une lettre; par exemple, l'alanine amino-acide est l'abréviation "Ala" ou "A" La charge des peptides dans la solution dépend de l'acidité de la solution. Le point isoélectrique (pI) se réfère à la valeur solution d'acidité à laquelle la molécule de peptide a la charge nette de zéro. La solubilité du peptide est minime au point isoélectrique. Utiliser des serveurs web disponibles pour calculer la valeur de pI pour une séquence peptidique d'acides aminés.

Instructions

1 Écrire la séquence peptidique en utilisant le code à une lettre. Par exemple, si un peptide présente une séquence d'acides aminés Ala-Ser-Glu-Leu-Pro (Alanine-Serin-acide glutamique-Leucine-Proline), puis la séquence est une lettre "ASELP". Si nécessaire, consulter le tableau de conversion de trois lettres pour une lettre donnée dans les ressources.

2 Utilisez un navigateur Web, Internet Explorer ou Firefox, par exemple, pour accéder à un serveur qui calcule le point isoélectrique de peptide (pI); voir Ressources.

3 Entrez "le ASELP" du peptide à une lettre dans notre exemple dans la boîte, et cliquez sur "Calculer".

4 Lire le point isoélectrique (pI) valeur donnée dans la ligne "pI théorique / Mw." Dans notre exemple, le pI est de 4,00. Notez que le serveur calcule également le poids moléculaire (Mw) du peptide.

Isolement de caséine et du point isoélectrique

February 8

La caséine est une protéine nutritionnelle importante qui est présente dans le lait en une concentration d'environ cinq onces par gallon. Il peut être séparé ou isolé à partir du lait par ajout d'acide acétique glacial, - l'acide acétique sans teneur en eau - de telle sorte que le pH tombe à 4,6.

Point isoelectrique

Le point isoélectrique est le point où le nombre de charges électriques positives sur la molécule de protéine est égal au nombre de charges négatives. En d'autres termes, il est le point auquel la molécule de protéine est électriquement neutre.

Précipitation

Caséines se dépose ou précipite hors de la solution à son point isoélectrique, car l'extrémité positive d'une molécule de protéine attire l'extrémité négative de l'autre, entraînant les molécules à agglomérer, agrégée ou ensemble.

Isolement

Graisses précipitent hors de la solution ainsi que la caséine, mais ils peuvent être éliminés par addition d'alcool au mélange. Ajouter 95 pour cent d'éthanol, agiter le mélange pendant cinq minutes et décanter le liquide contenant les graisses. Recueillir la caséine solide dans le mélange restant à travers un filtre au moyen d'un vide (filtration sous vide).

Comment faire pour utiliser un point fixe pour calculer un Exponentiation

July 22

Comment faire pour utiliser un point fixe pour calculer un Exponentiation


Dans l'analyse numérique, la solution d'une équation peut être résolue par itérations successives sur un ordinateur ou d'une calculatrice, ou «numérique» avec ce qu'on appelle la méthode de point fixe. Cette méthode est applicable numérique pour trouver l'exponentiation d'un nombre. Par exemple, vous devrez peut-être calculer 16 ^ 0,3, où le caret (^) indique exponentiation. Vous pouvez trouver une approximation de sa valeur en quelques itérations. L'équation à résoudre doit être formulée d'une certaine manière donc les itérations de point fixe ne divergent pas.

Instructions

1 Réglez l'exponentielle inconnue à la variable inconnue x. Par exemple, si 16 ^ 0,3 est votre valeur inconnue, x, définissez les deux comme égaux pour former une équation: 16 ^ 0,3 = x.

2 Faire l'exposant de la gauche un nombre entier, dans le processus augmentant l'exposant de l'inconnu. Par exemple, 16 ^ 3 = x ^ 10.

3 Divisez assez des x d'un côté à laisser un seul sur un côté: 16 ^ 3 / x ^ 9 = x, ou 4096 / x ^ 9 = x.

4 Divisez le x sur le côté droit en une différence de deux variables, l'une avec le même coefficient que le côté gauche: 4096 / x ^ 9 = 4096x - 4095x.

5 Déplacez le plus petit terme sur le côté droit du côté gauche: 4096 / x ^ 9 + 4095x = 4096x.

6 Diviser les deux côtés par le coefficient de la droite pour faire x seul sur le côté droit nouveau: 1 / x ^ 9 + 4095x / 4096 = x. Dans cette forme algébrique, les itérations de point fixe convergent aussi longtemps que la dérivée de la gauche a une valeur absolue inférieure à 1. Cette condition est la condition pour que la méthode fonctionne. Il peut être démontré que la condition est remplie dans l'exemple pour x> 1,2 (après arrondi).

7 Calculer le côté gauche à votre estimation initiale à la solution de l'équation. Puis réentrer le résultat sur le côté gauche. Gardez itérer jusqu'à ce que la réponse converge. Par exemple, en commençant par x = 2 comme une estimation initiale à la valeur de 16 ^ 0,3, le côté gauche est 2,0015, après arrondi.

8 Arrêter l'itération, une fois l'entrée et la sortie sont égaux. Pour l'exemple, après un peu plus de 6.500 itérations (qui a eu seulement cinq secondes sur mon ordinateur, en utilisant Excel) l'entrée pour le côté gauche est 2,29739669. La valeur résultante est la même, donc ceci est la réponse finale, la valeur de 16 ^ 0,3.

Comment calculer Zwitterion et le pH de l'eau

November 11

Comment calculer Zwitterion et le pH de l'eau


Zwitterions sont des molécules qui ont une charge positive sur un atome ou un groupe et une charge négative sur un autre. Etant donné que ces deux charges se compensent, la molécule dans son ensemble, est neutre. L'exemple le plus courant est un acide aminé. Comme le pH de l'eau change, ce sera aussi la fraction du total présent sous forme zwitterionique. Au point isoélectrique, la majorité des acides aminés sera présent sous forme zwittérionique. Vous pouvez estimer le pH de l'eau au point isoélectrique en utilisant des formules simples.

Instructions

1 Déterminer quel acide aminé est présent dans l'eau. Si vous travaillez ce problème comme un quiz ou devoirs question, l'identité de l'acide aminé sera généralement donné.

2 Consulter les valeurs de pKa pour l'acide aminé, en utilisant le lien dans la section Ressources. Utiliser les pKa du groupe carboxyle (en CO2H) et le groupe amine (NH 3 +). Il faut également déterminer si l'acide aminé possède une chaîne latérale acide ou basique; si cela est le cas, une valeur de pKa est répertorié pour la chaîne latérale (groupe R).

3 Si la chaîne latérale est ni acide, ni basique, prendre la moyenne du groupe carboxyle pKa et le groupe amine pKa pour trouver le pH de l'eau au point isoélectrique. A ce pH, plus de 99 pour cent des molécules d'acides aminés sera présente sous forme zwittérionique.

4 Si l'acide aminé a une chaîne latérale titrable, de déterminer si elle est acide ou basique. Il aide à dessiner la structure de l'acide aminé sous forme entièrement protonée. Les acides aminés acides agissent comme donneurs de protons dans l'eau tandis que les acides aminés basiques agissent comme accepteurs de protons. Histidine, la lysine et l'arginine sont tous de base tandis que l'acide, l'asparagine, l'acide glutamique et la glutamine aspartique sont acides.

5 Écrire les trois valeurs de pKa pour les acides aminés - le pKa du groupe carboxyle, du groupe amine et de la chaîne latérale. Si l'acide aminé est basique, prendre la moyenne des deux plus hauts pKas pour trouver le point isoélectrique pH. Si l'acide aminé est acide, prendre la moyenne des deux pKa plus bas.

Techniques utilisées pour Electrophorèse

July 19

L'électrophorèse sur gel est une méthode pour séparer et identifier des protéines ou des acides nucléiques (ADN et ARN) en fonction de leur taille et de la charge. Chargement des protéines ou des acides nucléiques dans des puits dans une plaque de gel de Polyacrylamide ou d'agarose, puis l'application d'un champ électrique, amène ces molécules de migrer à travers le gel; molécules plus petites ou plus fortement chargées se déplacent plus rapidement.

SDS-PAGE

SDS-PAGE est une technique d'électrophorèse sur gel commun pour la séparation des protéines en masse moléculaire. Elle consiste à prétraiter les protéines avec un détergent appelé dodécylsulfate de sodium (SDS), ce qui les dénature (par exemple, leur fait perdre leur structure). Mercaptoethanol est un autre prétraitement commun; il détruit toutes les liaisons disulfures de maintien sous-unités protéiques ensemble.

Après le prétraitement, les chercheurs à ajouter les protéines à la plaque de gel de polyacrylamide et d'appliquer un champ électrique. Étant donné que le SDS chargé négativement forme un complexe avec les molécules de protéines, elles migrent vers le pôle positif. Les molécules plus grandes migrent plus lentement, de sorte que ce processus sépare les protéines sur la base de la masse.

isoélectrofocalisation

Focalisation isoélectrique repose sur les différences de point isoélectrique, ou le pH auquel une protéine n'a pas de charge nette, pour séparer les protéines. Le traitement d'un tube étroit d'un gel de polyacrylamide avec des tampons spéciaux crée un gradient de pH, de sorte qu'une extrémité du tube est à un pH élevé, et l'autre est à un pH faible.

Lorsqu'ils sont soumis à un champ électrique, chaque protéine dans l'échantillon migre à travers le gel jusqu'à ce qu'il atteigne un pH auquel il n'a pas de charge nette; à ce stade, le champ électrique ne peut pas conduire plus loin. Etant donné que les protéines ont des points isoélectriques différents, isoélectrofocalisation est un moyen efficace pour séparer les protéines.

2-D PAGE

électrophorèse PAGE 2-D est une combinaison de SDS-PAGE et la focalisation isoélectrique. La première étape consiste à séparer les protéines par isoélectrofocalisation; la seconde consiste à placer le gel à partir de la phase isoélectrofocalisation au sommet de l'autre plaque de gel, en traitant les protéines avec du SDS, et l'application d'un champ électrique.

Ainsi, 2-D PAGE sépare les protéines à la fois par le point isoélectrique et masse moléculaire pour former un 2-D "carte" des protéines dans l'échantillon.

Agarose Gel Electrophoresis

Les scientifiques se séparent généralement des fragments d'ADN en utilisant un gel d'agarose plutôt que d'un gel de polyacrylamide. Agarose est une poudre amylacée extraite à partir d'algues. Le mélange avec un tampon et le chauffage dans un four micro-ondes crée un gel épais qui se solidifie en refroidissant; un peigne d'échantillonnage crée alors «puits» dans le gel, qui maintiennent les échantillons de protéines.

une électrophorèse sur gel d'agarose est courant dans l'empreinte génétique, ainsi que dans les tests de polymorphisme (RFLP) de restriction des fragments de longueur; celle-ci est une technique plus ancienne qui consiste à couper l'ADN en fragments en utilisant des enzymes de restriction (enzymes qui forment des coupes à des séquences particulières), et en les séparant sur la base de la taille.

séquençage de l'ADN

La plupart des méthodes de séquençage de l'ADN comprennent l'électrophorèse sur gel de polyacrylamide. Dans ce processus, les chercheurs incubent des copies multiples d'une matrice d'ADN simple brin avec les nucléotides (les blocs de construction pour la synthèse de l'ADN) et de l'ADN polymérase (une enzyme qui réplique l'ADN).

Lorsque certains nucléotides chimiquement modifiés se lient à l'extrémité d'une chaîne en croissance de nucléotides d'ADN, elles se terminent cette chaîne; ces nucléotides de terminaison de chaîne spéciaux sont appelés didésoxynucléotides. Il existe quatre types de didésoxynucléotides, dont chacune porte une couleur différente du colorant fluorescent.

Comme les ADN polymérases faire des copies de la matrice d'ADN simple brin, ils insèrent parfois un didésoxynucléotide en place d'un nucléotide ordinaire. Etant donné que cela se produit dans des endroits différents pour les différentes copies de la matrice, le mélange résultant contient des copies partielles de l'original qui se terminent par des endroits différents, et ont donc des longueurs différentes.

Ensuite, une électrophorèse sur gel de polyacrylamide sépare les fragments sur la base de la taille, et d'un détecteur spécifique identifie le colorant fluorescent sur le didésoxynucléotide à l'extrémité de chaque chaîne. L'ordre dans lequel ces colorants apparaissent révèle l'ordre des nucléotides dans la matrice d'ADN d'origine, et donc la séquence d'ADN d'origine.

Types de Chromatographie pour préparer l'antigène

January 21

Types de Chromatographie pour préparer l'antigène


Un antigène est une molécule reconnue et liée par un anticorps. Si vous essayez de préparer l'antigène pour une expérience, selon la façon dont vous avez produit l'antigène et sur votre protocole, il existe plusieurs types de techniques chromatographiques que vous pourriez utiliser. Chromatographie immunoaffinité est le plus puissant d'entre eux, mais aussi le plus cher. Chromatographie d'exclusion, la chromatographie et chromatographie échangeuse d'ions nickel-histidine sont des possibilités, aussi bien.

immunoaffinité Chromatographie

Cette technique utilise des billes d'agarose traitées pour fixer des anticorps à eux; les anticorps sont spécifiques pour l'antigène d'intérêt. Une fois que les perles ont été préparées, vous versez la suspension contenant les billes dans la colonne et versez tampon par l'intermédiaire de laver tout conservateur ou les sels restants; Cette étape est appelée l'équilibrage de la colonne. Enfin, vous allez ajouter l'échantillon contenant l'antigène. Seul l'antigène se lie aux anticorps; les autres composants du mélange vont circuler à travers la colonne et de sortir l'autre extrémité, ou éluer, comme vous ajoutez plus de tampon. Cette approche est très puissant mais aussi très cher, parce que les anticorps sont coûteux à produire.

Une Chromatographie nickel-Histidine

Si vous produisez un antigène en transformant e. coli avec le gène codant pour la protéine, on peut marquer la protéine avec un marqueur 6-histidine pour la purification plus facile. Cette "étiquette" est juste une série de six acides aminés consécutifs cloué sur une extrémité de la protéine. L'ensemble de ces histidines ont une très forte affinité pour les ions métalliques tels que le nickel et le cobalt, de sorte que l'antigène peut être purifié en utilisant des billes qui ont acide nitriloacétique attachés. La NTA lie les ions nickel et les étiquettes 6-histidine à son tour lier le nickel. Préparation de la colonne est similaire à une Chromatographie d'immunoaffinité.

Taille-chromatographie d'exclusion

SEC utilise des colonnes beaucoup plus longues que les procédures de Chromatographie d'affinité, et ces colonnes doit être préparé à l'avance, car les billes ont besoin de temps pour régler. Les perles dans une expérience SEC sont en fait des perles de Sephadex qui ont des trous en eux, un peu comme de minuscules éponges. Les petites protéines peuvent faire leur chemin dans ces trous alors que de grandes protéines ne peuvent pas, alors quand l'échantillon est versé dans la colonne, les plus grandes protéines éluent avant que les petits. Vous pouvez suivre les progrès des protéines à travers la colonne en utilisant des colorants de suivi, qui se comportent d'une manière similaire.

Ion Exchange Chromatography

Comme le pH d'une solution devient, certains acides aminés plus basiques sur une protéine devenir déprotoné ou perdre des ions d'hydrogène, de sorte que leur charge nette devient moins positive (ou plus négatif). À un certain pH spécifique, la protéine aura pas de charge nette; en d'autres termes, il sera neutre, ni positivement ni négativement chargé. Ce pH est appelé le point isoélectrique, et il varie pour des protéines différentes. chromatographie par échange d'ions tire parti de ces différences pour aider à purifier l'antigène. L'échantillon est introduit dans une colonne avec un tampon à un pH spécifique, et les billes de la colonne contient des sites qui interagissent avec des ions chargés positivement (ou parfois des sites qui interagissent avec des ions chargés négativement à la place). Les protéines et les antigènes avec des frais plus élevés seront plus longs à se frayer un chemin à travers la colonne, ce qui permet de les séparer.

Les techniques de purification de protéines

May 21

Les protéines sont de grosses molécules constituées de chaînes d'acides aminés qui se replient dans des structures tridimensionnelles. Les protéines ou des complexes de protéines exécutent beaucoup de tâches les plus importantes dans la cellule, allant de catalyser des réactions à des fonctions structurelles. Les biologistes ont souvent besoin d'isoler une protéine spécifique pour une étude plus approfondie ou pour d'autres applications; ils utilisent une variété de techniques pour ce faire.

SDS-PAGE Electrophorèse sur gel

Dans cette technique, les protéines sont d'abord traitées avec un détergent appelé le dodécylsulfate de sodium ou le SDS, les dénaturer et leur faire perdre leur structure. Les molécules de détergent négativement chargés forment des complexes avec les protéines. Souvent, un produit chimique appelé mercaptoethanol est ajouté à briser les liaisons disulfure entre des résidus cystéine dans la protéine ainsi. Ensuite, le mélange de protéines est ajouté à des puits dans une plaque de gel de polyacrylamide et un champ électrique, les amène à migrer en direction de l'anode chargée positivement. protéines plus petites vont migrer plus rapidement tandis que les protéines plus grandes vont migrer plus lentement, de sorte que les protéines peuvent être séparées sur la base de leur taille ou de la masse moléculaire.

Sédimentation Velocity & Equilibrium

Une centrifugeuse est essentiellement un rotor à deux bras avec un tube à chaque extrémité. Un moteur fait tourner le rotor à des vitesses très élevées, on soumet le contenu de chaque tube à une force de plusieurs fois plus forte que la force de gravité. Les protéines présentes dans la solution migrer progressivement vers le fond du tube; certains d'entre eux, cependant, va le faire plus rapidement que d'autres. travaux d'équilibre de sédimentation repose sur un principe similaire, mais ajoute une torsion: l'échantillon est dispersé dans un gradient de densité formé par une concentration élevée de saccharose ou de chlorure de césium. Que la centrifugeuse tourne, les protéines dans l'échantillon migrent progressivement vers l'endroit où la densité de flottaison est la même que celle de son environnement.

colonne de chromatographie

La Chromatographie sur colonne est une technique puissante qui consiste à forcer un mélange à travers une colonne garnie d'une matrice poreuse de billes ou de petites particules. écoulement du solvant à partir du sommet de la colonne pousse le mélange à travers la matrice, mais des protéines ou des composés du mélange d'interagir avec la matrice plus que ne le font les autres et donc prennent plus de temps à se manifester. Grâce à ce processus, la Chromatographie sur colonne permet de séparer un mélange en ses composants. Il y a un certain nombre de variantes différentes sur cette même idée de base. chromatographie échangeuse d'ions, par exemple, utilise une matrice composée de perles qui sont soit chargés positivement ou négativement, de sorte que les protéines de charge opposée sont retenus dans la colonne. la chromatographie d'affinité utilise des billes ou des particules enrobées avec une molécule qui se lie à une protéine spécifique dans le mélange - un anticorps, par exemple, ou le substrat d'une enzyme (la molécule de l'enzyme agit sur). La protéine d'intérêt reste dans la colonne alors que les autres traversent et peuvent être enlevés ultérieurement en modifiant le pH ou en ajoutant une solution concentrée de sel.

isoélectrofocalisation

Isoélectrofocalisation implique également une électrophorèse sur gel, mais les protéines ne sont pas prétraité pour les dénaturer. Au lieu de cela, ils sont ajoutés à une plaque de gel de polyacrylamide, où les tampons spéciaux ont été utilisés pour créer un gradient de pH. Selon leur structure, les protéines différentes ont des points isoélectriques ou des valeurs de pH à laquelle ils ont aucune charge nette. Une fois qu'un champ électrique est appliqué, chaque protéine va migrer jusqu'à ce qu'il atteigne son point isoélectrique.

Les buts des Tampons en Electrophorèse

December 26

Les buts des Tampons en Electrophorèse


des techniques d'électrophorèse séparer les molécules d'ADN sur la base de la taille; des techniques similaires pour les protéines peuvent séparer les protéines sur la base de la taille ou de la charge. Dans les deux cas le gel à travers lequel ces molécules migrent est préparée en utilisant une solution tampon, où un tampon est un produit chimique qui agit pour stabiliser le pH. Le tampon remplit plusieurs rôles essentiels dans l'électrophorèse.

Courant

L'électrophorèse sur gel fonctionne en appliquant un courant électrique à la plaque de gel-tampon submergé. molécules d'ADN sont chargées négativement, et les protéines peuvent être faites chargées négativement d'abord en les dénaturant, puis de les traiter avec le dodécylsulfate de sodium (SDS). Les protéines chargées négativement ou des molécules d'ADN migrent loin de la cathode chargée négativement et vers l'anode chargée positivement. Cependant, l'eau est un très mauvais support du courant - il ne transporte le courant efficace quand il a dissous des substances qu'il contient depuis ions chargés se déplacent dans un champ électrique. La solution tampon a une concentration plus élevée d'ions (force ionique plus élevée), de sorte qu'il peut transporter beaucoup plus de courant que l'eau pure.

pH Change

pH mesure la concentration en ions hydrogène. changement de pH peut modifier la charge nette de molécules telles que des protéines ou de l'ADN, provoquant leur migration plus lente (ou plus rapidement). C'est parce que ces molécules ont de nombreux sites basiques qui peuvent accepter des ions hydrogène (protons) et de nombreux sites acides qui peuvent donner des protons. Lorsqu'un acide fait don d'un proton, il devient chargé négativement; lorsqu'une base accepte un proton, en revanche, il se charge positivement. Lorsque la concentration en ions hydrogène de la solution augmente, les protéines et l'ADN deviennent moins négativement chargée (ou plus chargées positivement). Le pH auquel une molécule telle qu'une protéine n'a pas de charge nette est appelé son point isoélectrique. Tampons stabilisent le pH dans le gel à un niveau où les molécules d'ADN seront chargées négativement et migreront comme souhaité.

Stacking Gel

Tampons jouent un rôle encore plus complexe dans une sorte d'électrophorèse appelé SDS-PAGE, ou électrophorèse sur gel de polyacrylamide dodécyl sulfate de sodium. SDS-PAGE est l'une des techniques les plus courantes pour l'analyse des protéines. Les protéines sont dénaturées par un traitement thermique puis enduit avec du sulfate de dodécyle de sodium; Ensuite, ils sont ajoutés aux puits dans le gel, ce qui est généralement exécuté verticalement. Le gel a deux régions, le gel d'empilement (en haut) et le gel en cours d'exécution au-dessous. Le gel d'empilement est préparé avec un tampon différent de sorte que son pH est inférieur à celui du gel en cours d'exécution; En outre, le tampon d'empilement a une force ionique inférieure. Ces deux facteurs provoquent les protéines à «pile» ou deviennent pris en sandwich ensemble comme ils passent à travers le gel de sorte que tous entrer dans le gel en cours d'exécution dans le même temps. Cet effet permet d'assurer le gel sépare les protéines en cours d'exécution sur la seule base de leur taille.

Gel ADN Electrophoresis Tampons

Les deux tampons les plus courants pour l'électrophorèse sur gel de l'ADN sont tris-acétate EDTA et tris-borate EDTA, où EDTA désigne l'acide éthylènediaminetétraacétique. EDTA est importante car elle sert à chélater ou "attacher" ions de magnésium, de les sortir de la solution. Les ions magnésium sont des cofacteurs essentiels pour des enzymes appelées DNases qui coupent l'ADN, de sorte que le EDTA dans le tampon sert une précaution supplémentaire pour éviter tout problème avec DNases.

Les techniques d'électrophorèse sur gel

March 1

Les techniques d'électrophorèse sur gel


L'électrophorèse est un processus par lequel les particules sont séparées les unes des autres par exposition d'un échantillon à un champ électromagnétique uniforme. Des chercheurs ont mis au point un procédé connu comme l'électrophorèse sur gel, où des molécules telles que l'ADN ou les protéines sont isolées à partir d'un échantillon tissulaire, préparé et injecté dans un gel. Lorsque le courant est passé à travers le gel, les différentes molécules séparées. Plusieurs techniques différentes utilisent actuellement cette pratique.

Agarose Gel Electrophoresis

Les techniques d'électrophorèse sur gel

Les gels d'agarose sont fréquemment utilisés pour identifier les gènes d'intérêt pour les scientifiques.

Cette forme d'électrophorèse utilise une molécule de sucre algues dérivé appelé agarose pour former un gel. Les chercheurs peuvent faire varier la quantité d'agarose dans le mélange de type gel pour contrôler l'épaisseur du gel pour étudier des molécules de différentes plages de tailles. Cette technique est le plus souvent utilisée pour identifier des séquences d'ADN et d'ARN par la longueur.

techniques du Sud et du Nord blot utilisent fréquemment ce type d'électrophorèse. Dans le procédé de transfert de Southern, l'ADN purifié est exposé à une ou plusieurs enzymes de restriction qui coupent l'ADN en petits morceaux. Ces petits morceaux peuvent ensuite être séparés par la longueur par électrophorèse. Les différences dans les séquences d'ADN peuvent se traduire par différents schémas de restriction (tailles chunk), qui sont visualisés lors de la séparation.

Electrophorèse sur gel de polyacrylamide

Les techniques d'électrophorèse sur gel

Des échantillons de protéine sont chargés dans un gel de Polyacrylamide à les séparer par électrophorèse.

des molécules et des protéines d'ADN plus petits sont fréquemment séparés en utilisant un gel de Polyacrylamide, qui a des pores plus petits que le gel d'agarose. Cette technique est, en principe, très semblable à la technique d'agarose.

techniques Western blot utilisent gel de polyacrylamide pour séparer les protéines. Un échantillon de protéine purifiée est traitée avec du SDS (dodécylsulfate de sodium) pour dénaturer les protéines et leur donner une charge à la masse taux uniforme. Ceci permet aux protéines de l'échantillon sont séparés par la masse moléculaire. Après électrophorèse, les protéines sont généralement transférés sur une membrane (par exemple, une membrane de PVDF) et les protéines d'intérêt sont visualisées par immunocoloration.

Deux-dimensionnelles Gels

Les techniques traditionnelles d'électrophorèse séparer des molécules en poids le long d'un seul axe. Cependant, il est possible d'appliquer un second traitement à l'échantillon après la première séparation pour séparer les particules le long d'un deuxième axe. Par exemple, les chercheurs en protéomique souvent des protéines séparées par point isoélectrique (une propriété de la séquence d'acides aminés de la protéine) le long d'un axe, puis appliquer SDS pour séparer les protéines en masse le long du deuxième axe. On obtient ainsi une représentation complète en deux dimensions des protéines présentes dans l'échantillon de tissu au moment de la collecte qui fournit des informations beaucoup plus qu'un tableau unidimensionnel traditionnel.

De nouvelles techniques et variantes

De nombreuses variantes des techniques «traditionnelles» d'électrophorèse (gel et autres) sont actuellement utilisés par les scientifiques. Par exemple, les gels de polymère peuvent être utilisés en conjonction avec une électrophorèse capillaire pour ajouter un pouvoir de résolution de l'analyse des protéines. Dans cette technique, la séparation se produit dans une petite colonne plutôt que d'une plaque rectangulaire de gel. Cette offre une grande vitesse et la précision dans certains aspects de la protéine et de l'analyse de l'ADN.

D'autres techniques cherchent à analyser l'hydrophobie ou la charge native des protéines non dénaturées. Bien que la technique spécifique de choix dépend en fin de compte de la nature de l'analyse, la plupart des laboratoires utilisent les techniques traditionnelles tout en protéomique à haut débit et la génomique des laboratoires peuvent préférer des techniques plus complexes et coûteuses de l'électrophorèse sur gel.

Comment faire pour convertir un point à un Micron

June 17

Comment faire pour convertir un point à un Micron


Le point d'imprimantes a varié en taille à travers l'histoire, avec des versions telles que le point de l'imprimante américaine et le point Didot ayant des valeurs différentes. Avec l'avènement de la micro-informatique et de publication assistée par ordinateur, le point est devenu standardisé et a acquis un nouveau nom, le point de post-scriptum. Conversion des points postscript à microns ou micromètres, est pas compliqué. Elle nécessite l'aide d'une formule mathématique simple pour convertir un type d'unité dans l'autre.

Instructions

1 Entrez le nombre de points dans votre calculatrice. Pour convertir 4 points en microns, entrez 4.

2 Multiplier le nombre de points par 352,778. Un point de post-scriptum est d'environ 352,778 microns. Pour convertir 4 points en microns, utiliser cette formule: 4 x 352.778 = 1,411 microns.

3 Vérifiez les erreurs. Diviser le nombre de microns par 352,778. La réponse sera le nombre de points que vous avez commencé avec. Si vous avez une réponse différente, il y avait une erreur dans les chiffres que vous avez utilisé.

Conseils et avertissements

  • Un millier de microns égale 1 millimètre. La valeur de 352,778 microns à 1 mm est arrondie à partir de 352,777 récurrents. Les points peuvent être convertis en microns en utilisant un outil de conversion en ligne si vous ne disposez pas d'une calculatrice.
  • Vérifiez le type de point avant de le convertir en microns. Différents types de points sont de tailles différentes.